Intégrité du génome et cancers

Lors de la méiose, plusieurs centaines de cassures double-brin programmées de l'ADN sont formées et réparées par recombinaison homologue (RH), générant des crossing-over entre chromosomes homologues, qui sont essentiels pour leur ségrégation lors de la première division méiotique, et donc pour la fertilité. La liaison de la protéine d'échange de brins RAD51, exprimée de manière ubiquitaire, et/ou de son paralogue DMC1, spécifique de la méiose, sur les extrémités d'ADN simple brin génère un filament nucléoprotéique qui catalyse l'invasion d'une molécule d'ADN double-brin intacte. L'extrémité envahissante est ensuite allongée par synthèse d'ADN, en utilisant l'ADN double-brin comme matrice. Alors que dans les cellules somatiques, la RH utilise préférentiellement la chromatide sœur comme matrice, en méiose la RH est biaisée en faveur de l’utilisation du chromosome homologue, ce qui permet d’assurer l’appariement et la ségrégation des chromosomes homologues. Cette régulation du choix du partenaire (chromosome homologue ou chromatide sœur) implique une coopération entre DMC1 et RAD51, dans un contexte particulier où RAD51 semble jouer essentiellement un rôle non catalytique. DoRAD aborde la question de la coopération entre DMC1 et RAD51 durant la RH méiotique chez les mammifères. Nous développerons une méthode d’analyse des produits de RH par séquençage « long-read », pour détecter et caractériser les fragments d'ADN synthétisé. Cela ouvrira de nouvelles perspectives pour comprendre les mécanismes moléculaires de la recombinaison méiotique chez les mammifères. DoRAD vise également à élucider la fonction de la protéine méiotique RAD51AP2 dans la régulation de l'activité de RAD51. DoRAD constituera une avancée dans la compréhension de la recombinaison méiotique contrôlée par la coopération entre RAD51 et DMC1, et ouvrira plus largement de nouvelles perspectives concernant la régulation de RAD51 pour le contrôle de la stabilité du génome.

Le but de ce projet est de comprendre comment est régulé l'équilibre entre les voies mutagène et fidèle de tolérance des lésions, en utilisant Escherichia coli comme modèle. • Contexte Le génome de tout organisme est constamment menacé par de nombreux agents qui endommagent l'ADN. Lorsqu'une lésion bloque la progression de l'ADN polymérase réplicative, la ré-initiation de la réplication en aval de la lésion génère une brèche d'ADN simple-brin (ssGap). Deux stratégies permettent de combler cette brèche : la synthèse trans-lésionnelle (TLS) potentiellement mutagène, et le contournement des dommages (DA) non-mutagène. On ne sait pas aujourd'hui comment est régulé l'équilibre entre ces deux voies. De plus, aucune technique ne permettait de se focaliser sur les ssGaps. • Nouvelle Approche Pour surmonter ces limitations, notre groupe a développé une technique innovante pour insérer une lésion unique dans le génome d'une cellule vivante, nous permettant de générer et d’étudier les ssGaps. • Objectifs de Recherche Notre objectif est de comprendre comment sont régulées les voies de tolérance des lésions. Pour cela, notre projet est centré sur 4 questions : 1. Quels facteurs sont responsables du traitement des ssGaps ? 2. Comment ces facteurs sont-ils recrutés au niveau des ssGaps et quels sont leurs partenaires/interacteurs ? 3. Comment ces facteurs affectent-ils la structure, la longueur et la résolution des ssGaps, et comment modulent-ils la cinétique de génération, d'extension et de résection des gaps ? 4. Comment le traitement des ssGaps module-t-il l'équilibre entre les voies mutagènes et fidèles de tolérance des dommages ? • Méthodologie En utilisant notre approche de lésion unique chez Escherichia coli, nous allons : -Identifier les protéines recrutées sur le site de la lésion -Caractériser les modes de recrutement et identifier les interacteurs à l'aide d'approches computationnelles et d'imagerie à molécule unique -Évaluer le rôle de ces facteurs dans le traitement des ssGaps à l'aide d'approches moléculaires (Microscopie Électronique, NGS, qPCR) -Évaluer leurs fonctions dans le contournement des lésions en mesurant les niveaux de TLS et de DA -Corréler la taille des ssGaps et le choix d'utilisation de la voie fidèle ou mutagène de tolérance des lésions. • Impact Potentiel Cette recherche apportera des informations essentielles sur les mécanismes de réponse aux dommages de l’ADN, permettant une meilleure compréhension de la mutagenèse, du développement des cancers et de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les maladies liées à la réparation de l’ADN. Elle contribuera également à une meilleure compréhension des mécanismes de résistance aux antibiotiques, qui résulte de la mutagenèse qui permet l’adaptation des bactéries en réponse aux pressions environnementales.

La réplication de l'ADN est constamment mise à l'épreuve par des dommages de l’ADN qui peuvent bloquer sa progression, entrainant un « stress réplicatif ». Ce stress réplicatif menace la stabilité du génome ainsi que la viabilité cellulaire et a été associé à diverses pathologies humaines. Les mécanismes de tolérance aux dommages à l’ADN peuvent contrer le stress réplicatif. L’un de ces mécanismes implique le redémarrage de la fourche de réplication en aval du dommage grâce à la synthèse d’une nouvelle amorce d’ADN (repriming) par la polymérase et primase PRIMPOL. Le repriming permet la progression de la fourche de réplication mais entraine la formation de brèches d’ADN simple brin post-réplicatives. Ces brèches sont ensuite comblées par des mécanismes tels que la synthèse translésionnelle et le changement de matrice (template switching). Malgré l’intérêt croissant pour les brèches post-replicatives formées en réponse à un stress réplicatif, les déclencheurs moléculaires du repriming aux fourches de réplication bloquées restent à définir. De plus, les déterminants du « choix » du mécanisme de comblement des brèches sont encore méconnus. Dans ce projet, nous visons à aborder ces questions fondamentales. A partir de nos données préliminaires, nous cherchons à comprendre l’impact (1) de la quantité et la nature des dommages à l’ADN, (2) des facteurs de réponse aux dommages de l’ADN et (3) de l’état de la chromatine sur la formation et le comblement des brèches post-réplicatives. Pour réussir ce projet, nous avons établi un consortium d’experts en réplication de l’ADN, en réponse aux dommages de l’ADN et en chromatine. Nous intègrerons des techniques de pointe de microscopie, de protéomique et des approches à l’échelle du génome. Ce projet est crucial pour comprendre comment les cellules répondent à un stress réplicatif et pour décrypter l’interaction complexe entre les réponses à un stress réplicatif et la chromatine.

La réplication de l'ADN est essentielle pour transmettre l'information génétique des cellules mères aux cellules filles. Au-delà de la simple duplication de l'ADN, les fourches de réplication de l'ADN eucaryote doivent coordonner divers processus nécessaires au maintien de l'intégrité du génome, à la préservation de la structure de la chromatine et à l'héritage des informations épigénétiques contenues dans la chromatine. Ces fourches de réplication doivent accomplir ces tâches en temps réel, à travers différents états chromatiniens et conditions physiologiques. Pour assurer cette coordination, de nombreux facteurs jouent des rôles pléiotropes, régulant simultanément la synthèse de l'ADN et le maintien de l’épigénome. De plus, les brins continu et discontinu de la fourche de réplication sont répliqués par des machineries moléculaires distinctes. Cette asymétrie dans la réplication de l'ADN impose d'importantes contraintes mécanistiques, obligeant le maintien du génome et de l’épigénome à s’y adapter. Les deux brins présentent des différences en termes de taux de mutation, de réparation des dommages à l'ADN, de maintien des marques épigénétiques et de silençage des éléments transposables. Le brin discontinu pourrait contribuer à l'instabilité (épi)génétique dans des conditions pathologiques, bien que les mécanismes sous-jacents restent largement inconnus. Notre objectif est de révéler de nouveaux mécanismes reliant la réplication de l'ADN, la stabilité des fourches de réplication et le maintien de la chromatine, afin d’assurer une duplication précise de toutes les couches d'information chromosomique. Nos objectifs spécifiques sont les suivants : 1. Révéler comment la réplication fidèle du génome est coordonnée avec le silençage des éléments transposables. 2. Étudier comment les facteurs de maintien de l’épigénome se coordonnent aux fourches de réplication pour garantir une réplication précise des informations génétiques et épigénétiques à travers les chromosomes. 3. Analyser systématiquement les liens entre les mécanismes de maintien de la chromatine et la réplication des brins continu et discontinu, et identifier de nouveaux facteurs ayant un rôle dual dans la réplication de l’ADN et le maintien du (épi)génome. Nous mettrons en lumière de nouveaux principes fondamentaux régulant la réplication du génome et l’héritage de l’épigénome, qui sont essentiels au développement et aux maladies complexes.

Les cassures double-brin (DSBs) sont parmi les lésions de l'ADN les plus délétères pour les cellules vivante, et sont réparées soit par Recombinaison Homologue (RH), soit par Non Homologous End Joining (NHEJ). Chez les bactéries, le modèle actuel de NHEJ implique deux protéines : Ku, qui se fixe aux extrémités d’ADN, et LigD, qui porte les activités polymérase, ligase et nucléase. Cependant, plusieurs observations indiquent que ce modèle est simpliste. Notamment, certaines bactéries codent pour plusieurs Ku et LigD, ce qui soulève des questions sur leurs contributions relatives à la réparation NHEJ : quelle est la composition/stoechiométrie de la machinerie NHEJ ? Plusieurs machineries co-existent-elles ? Une de nos hypothèses de travail est que la composition variable et/ou la multiplicité des machineries NHEJ confèrent aux bactéries la capacité de gérer la grande diversité chimique des extrémités d’ADN naturellement présentes aux DSBs. L’objectif principal du projet est de mieux comprendre les mécanismes de réparation NHEJ chez les bactéries. A cette fin, nous intégrerons des connaissances à partir de trois modèles bactériens, depuis le plus simple (Bacillus subtilis) jusqu’à ceux possédant une/des machinerie(s) NHEJ plus complexe(s) (Sinorhizobium meliloti and Streptomyces ambofaciens). Nous utiliserons une approche multidisciplinaire (génétique, interactomique, biochimie des protéines, biologie structurale) avec comme objectifs spécifiques de : i) reconsidérer la composition/stoechiométrie des machineries NHEJ ; ii) comprendre l’assemblage des composants sur l’ADN et la potentielle complémentarité des différents composants et/ou machineries ; iii) établir la structure des machineries en complexe avec l’ADN. Nous attendons de ce travail de nouvelles avancées sur ce mécanisme générique de réparation de l’ADN, amis aussi sur ses possibles interactions avec d’autres processus cellulaires, y-compris d’autres voies de réparation de l’ADN.

Le but de ce projet est de comprendre comment les cellules des vertébrés gèrent le fait que réplication et transcription partagent le même substrat, notamment en déterminant comment la transcription interfère avec le programme d’initiation de la réplication et vice versa. En cas de stress réplicatif, les interférences transcription-réplication (TRI) sont exacerbées et perturbent l'achèvement de la réplication de deux types majeurs de sites fragiles ; (i) les sites localisés dans des domaines de réplication précoce (ERFS), présentant des origines fortes de réplication et une densité élevée de petits gènes très transcrits. Ces caractéristiques favorisent la formation de boucles R, susceptibles d'entraver la progression du réplisome, (ii) les sites situés dans des régions de réplication très tardive (CFS), nichés dans de très longs gènes modestement exprimés et pauvres en origines. Une explication consensuelle est que le passage de la transcription chasse le complexe de pré-réplication, un intermédiaire nécessaire à la construction des origines. Le cœur de notre projet consiste à identifier les déterminants cis et trans qui spécifient les origines et leurs relations avec les promoteurs des gènes fragiles. En étudiant une origine modèle, nous avons montré que les séquences susceptibles de former des G-quadruplex (PQS) contribuent à la spécification en cis des origines et, plus récemment, qu'un dimère de PQS (deux PQS sur le même brin) constitue une origine minimale efficace. De tels dimères sont associées à un tiers des sites fort d'initiation dans le génome des vertébrés, montrant leur importance dans le programme de réplication. Le but de notre projet est (i) d’utiliser des lignées modifiées pour analyser comment l’origine minimale et la transcription interfèrent, globalement et dans les ERFS et les CFS, (ii) d'explorer le protéome autour de cette origine, traversées ou non par la transcription, en contexte neutre et dans les ERFS et les CFS.

La recombinaison homologue (RH) est un mécanisme largement conservé qui joue un rôle central dans la stabilité du génome, la fertilité et la diversité génétique. Dans les cellules à cycle mitotique, la RH répare fidèlement l’ADN endommagé en utilisant la séquence d’ADN de la chromatide sœur. Une RH défectueuse conduit à une instabilité génétique ou à la mort cellulaire. Dans les cellules méiotiques, la RH débute par la formation de cassures double-brin programmées. Elle favorise la recombinaison entre les chromosomes parentaux afin de générer des crossing-overs (CO), importants pour la ségrégation correcte des chromosomes homologues. Des défaillances ou erreurs pendant la RH méiotique sont associées à une infertilité ou à des maladies aneuploïdiques telles que le syndrome de Down chez l'homme. La RH méiotique peut être définie comme une "spécialisation" de la RH, car ses principales étapes ressemblent à celles de la RH mitotique, mais elle nécessite des protéines additionnelles, spécifiques de la méiose. Au cours de la dernière décennie, plusieurs de ces protéines ont été identifiées : MEIOB, SPATA22, HSF2BP/MEILB2 et BRME1. L'objectif de ce projet est de tirer parti de l'expertise complémentaire des trois équipes partenaires, en combinant des approches in vivo (modèle de souris), ex vivo (cultures d'organes), biochimiques, biophysiques et de biologie structurale pour décrire les événements qui contrôlent les premières étapes de la RH méiotique. Ainsi, nous déchiffrerons les rôles de MEIOB, SPATA22, HSF2BP/MEILB2 et BRME1 en étudiant leurs interactions, leur recrutement séquentiel et leurs fonctions en collaboration avec les facteurs canoniques de la RH tels que RPA, RAD51 et BRCA2 et la recombinase DMC1 spécifique de la méiose. Nous explorerons également comment un défaut dans la fonction de ces protéines affecte la RH méiotique ainsi que l'intégrité du génome et/ou la fertilité. Notre projet est organisé en 4 tâches. La tâche 1 visera à étudier l'interaction de SPATA22 avec HSF2BP-BRME1. Nous identifierons les interfaces entre ces protéines in vitro (P3) et observerons l'impact de cette interaction sur la structure du filament RPA-MEIOB-SPATA22-ssDNA par microscopie électronique à transmission (TEM) (P2). Nous caractériserons un mutant de souris Spata22 dépourvu du site d'interaction prédit pour HSF2BP (P1&P3). Dans la tâche 2, nous analyserons in vitro comment les protéines de liaison à l'ADN RPA, MEIOB, SPATA22, la protéine médiatrice BRCA2 et les recombinases RAD51 et DMC1 collaborent lors de l'assemblage du filament présynaptique (P2 & P3). Ensuite, nous questionnerons le rôle de HSF2BP et BRME1 dans la régulation de cet assemblage in vitro (P2 & P3). La tâche 3 portera sur l'impact des complexes MEIOB-SPATA22 et HSF2BP-BRME1 sur les produits de recombinaison. Nous utiliserons des approches de microscopie électronique pour tester leur rôle sur la formation, l'architecture et la stabilisation de la D-loop in vitro (P2&P3). P1&P2 développerons une nouvelle approche permettant de visualiser les intermédiaires de recombinaison (immunoprécipitation d'intermédiaires de recombinaison dans des testicules en cultures). Enfin dans la tâche 4, nous suivrons in vivo par immunomarquage la localisation des protéines impliquées dans l'assemblage du filament synaptique afin de déterminer si les complexes proposés par nos approches in vitro sont en accord avec leur localisation in vivo (P1). Notre projet est opportun et innovant car il propose d'utiliser des techniques de pointe, mais aussi de développer de nouveaux outils, afin de comprendre le rôle de nouvelles protéines spécifiques de la méiose dans la formation du filament recombinogène, la capture de la séquence homologue et la stabilisation de la D-loop. Il aura un impact sur la santé publique en contribuant à prédire les défauts de fertilité et, plus généralement, à identifier les mutations génétiques impliquées dans l'instabilité du génome et les maladies héréditaires.

Une cellule humaine, outre l'ADN nucléaire, contient des milliers de copies d'ADN mitochondrial (ADNmt), une molécule circulaire à double brin de 16569 pb. Il a été proposé que l'ADNmt soit une cible critique des espèces réactives de l'oxygène, sous-produits générés dans l'organelle lors de la respiration aérobie. Paradoxalement, la majorité des mutations de l'ADNmt qui se produisent au cours du vieillissement et du cancer sont des transitions et non des transversions. En outre, ces mutations présentent un biais d'orientation des brins: Les mutations T?C/G?A se produisent préférentiellement sur le brin léger (L), tandis que les mutations C?T/A?G se retrouvent majoritairement sur le brin lourd (H). Précédemment, afin d’expliquer ce phénomène, nous avons proposés que la majorité des progénitures de l'ADNmt, créées après de multiples cycles de réplication de l'ADN, proviennent uniquement du brin H, en raison de la réplication asymétrique d'un seul brin d'ADN. En nous inspirant de l'expérience originale de Meselson-Stahl (1958), utilisant le marquage par isotope stable d'un chromosome bactérien pour répondre à la question fondamentale sur le mode de réplication de l'ADN dans les organismes cellulaires. Nous proposons ici d'utiliser cette approche pour étudier la réplication de l'ADNmt. Dans un premier temps, l'ADN sera marqué à l’azote-15 (15N) en cultivant des cellules humaines dans un milieu enrichi en cet élément. Ensuite, les cellules seront transférées dans un milieu normal 14N et le rapport 15N /14N dans les brins H et L de l'ADNmt sera mesuré à différents instants. La comparaison des changements du rapport isotopique dans les brins L et H au cours du temps de croissance nous permettra de vérifier si le rapport isotopique dans le brin H diminue plus lentement que dans le brin L. Les données obtenues permettront de distinguer l'hérédité symétrique et asymétrique des brins d'ADN et de mieux comprendre le mode inhabituel des mutations somatiques dans l'ADNmt humain.

Les télomères protègent les extrémités natives des chromosomes en les empêchant d'être reconnues et traitées comme des extrémités issues de cassures chromosomiques. Cette fonction essentielle des télomères est une pierre angulaire de la stabilité des chromosomes. L'incapacité à protéger les télomères entraîne des fusions chromosomiques dont l'instabilité mitotique conduit à des processus mutationnels catastrophiques. La rareté de ces événements repose sur une protection efficace des télomères établie par un ensemble limité de protéines présentes aux télomères. La protection complète des télomères est le résultat d'une synergie entre plusieurs mécanismes co-existants qui se s’assurent mutuellement. Malgré deux décennies d'études, les mécanismes moléculaires établis par les facteurs télomériques sont encore mal compris aujourd'hui. Pour aborder cette question, nous nous étudions les mécanismes moléculaires individuels de la protection des télomères en utilisant deux systèmes modèles complémentaires: (i) la levure Saccharomyces cerevisiae pour résoudre l’ensemble des voies de protection des télomères contre les fusions et (ii) la levure Schizosaccharomyces pombe pour explorer les points communs entre les espèces et pour ses caractéristiques partagées avec les télomères humains. Nous y parviendrons (i) en disséquant chaque voie isolément des autres et (ii) en combinant un large ensemble d'approches complémentaires in vivo et in vitro.

La protéine BRCA2 (BREAST CANCER TYPE 2 SUSCEPTIBILITY) est un régulateur central de la recombinaison homologue (RH) conservé au cours de l'évolution chez la plupart des eucaryotes. Pendant la HR, BRCA2 délivre les recombinases - RAD51 (RADiation sensitive 51) et DMC1 (Disrupted Meiotic cDNA 1) - au site de réparation de l'ADN. Il est admis que le domaine de liaison à l'ADN canonique replié (DBD) de BRCA2 est essentiel à ses fonctions en RH. De manière surprenante, des homologues de BRCA2 existent sans DBD canonique et sont malgré cela essentiels pour la réparation de l'ADN. Nous avons appelé ici les homologues de BRCA2 avec DBD « BRCA2 canonique » et sans DBD « BRCA2 non-canonique ». Contrairement aux BRCA2 canoniques, les homologues non canoniques sont peu étudiés. On ne sait pas comment ils participent à la RH, et la compréhension comparative des mécanismes des BRCA2 canonique et non canonique fait également défaut. De plus, BRCA2 humain s'auto-associe d'une manière dépendante du DBD et subit des changements conformationnels lors de son interaction avec RAD51. Les mécanismes moléculaires correspondants à l'oligomérisation et de la réorganisation architecturale de BRCA2 sont actuellement inconnus. Le projet FLASHMOB est centré sur l’étude d’un homologue de BRCA2 chez Physcomitrium patens, nommé PpBRCA2. Nos données préliminaires génétiques et biochimiques montrent que PpBRCA2 est un nouveau BRCA2 non canonique. Physcomitrium patens étant une plante modèle pour l’analyse de la génétique et de la génomique végétale, PpBRCA2 est un outil unique pour examiner les mécanismes fonctionnels d’un BRCA2 non canonique, et les comparer avec ceux du BRCA2 canonique d’Arabidopsis thaliana (AtBRCA2). L'objectif du projet FLASHMOB est de répondre à trois questions importantes et originales : 1) Quelles sont les différences/similitudes mécanistiques entre les BRCA2 canoniques et non-canoniques ? 2) Quel est le mécanisme structural de l'oligomérisation de BRCA2 ? 3) Comment l'association avec RAD51/DMC1 entraîne-t-elle des changements architecturaux dans BRCA2 ? Le projet FLASHMOB est organisé autour des quatre tâches suivantes. 1) Caractériser les fonctions in vivo de la protéine PpBRCA2 nouvellement identifiée dans la réparation de l'ADN somatique et méiotique en utilisant des approches génétiques et cytologiques classiques. 2) Décoder les mécanismes par lesquels un BRCA2 non canonique reste fonctionnel, en évaluant les divergences ou similarités entre PpBRCA2 et AtBRCA2 par des approches génétiques et protéomiques. Ainsi, nous identifierons de nouveaux mécanismes impliquant les protéines BRCA2 chez les plantes, ces mécanismes étant actuellement mal connus. 3) Décrire les changements conformationnels de PpBRCA2 associés à l'auto-association et l'interaction avec RAD51 par une combinaison de techniques de biologie structurale. Contrairement à la protéine BRCA2 humaine, de grande taille et difficile à purifier, PpBRCA2 est de petite taille et se prête à la purification, ce qui en fait un outil de choix pour l’analyse structurale des mécanismes de BRCA2. 4) Caractériser in vitro les propriétés biochimiques de PpBRCA2, telles que son activité de liaison à l'ADN et son rôle dans l'assemblage du filament présynaptique RAD51. Le résultat attendu est la compréhension fonctionnelle de la manière dont BRCA2 non canonique favorise la RH. Le projet FLASHMOB réunit un consortium d'équipes possédant une expertise, un savoir-faire et des installations hautement complémentaires en génétique, biochimie, biophysique, biologie structurale et cytologie. Organisé en quatre tâches indépendantes mais complémentaires, le projet FLASHMOB permettra de découvrir de nouveaux mécanismes impliquant BRCA2, et d'établir une comparaison structurale et fonctionnelle entre BRCA2 canonique et non canonique, ce qui aura un impact direct sur notre compréhension des fonctions de BRCA2 dans la stabilité génomique chez les plantes et autres eucaryotes.

Le carcinome anaplasique de la thyroïde (CAT) est une maladie rare et agressive. Même avec un traitement multimodal, le pronostic reste sombre avec une survie globale de 6 à 12 mois. Suite aux premiers travaux de notre équipe, nous émettons l'hypothèse que l'agressivité clinique du CAT et sa résistance aux traitements sont liées à un microenvironnement tumoral hautement immunosuppresseur constitué de cellules myéloïdes immunosuppressives, au premier rang desquelles on trouve des macrophages associés aux tumeurs (TAM). L'objectif du projet PRIMAThyC est d'étudier le profil des cellules immunitaires circulantes et associées aux tumeurs dans les échantillons sanguins et tumoraux de patients atteints de CAT. Le résultat attendu de ce projet est l’identification de biomarqueurs de la maladie qui peuvent être utilisés pour améliorer la prise en charge, suggérer des hypothèses physiopathologiques et identifier des cibles thérapeutiques potentielles afin de concevoir de nouvelles stratégies thérapeutiques. Pour atteindre cet objectif, le projet est composé de 3 tâches: - Cartographie : décrire le paysage immunitaire circulant et tumoral des CAT par des techniques à haut débit. - Référencement : identifier les biomarqueurs d'importance pronostique et / ou thérapeutique en recherchant des corrélations entre les biomarqueurs candidats, les populations de cellules immunitaires et le statut mutationnel, les caractéristiques pathologiques, la réponse aux traitements et la survie globale - Validation/modélisation : valider la pertinence des biomarqueurs identifiés in vitro et in vivo et par immunohistochimie sur des échantillons tumoraux conservés en biobanque. Le projet PRIMAThyC génèrera une cartographie immunologique et tumorale intégrative du CAT et permettra d'identifier des biomarqueurs d'intérêt prédictif et/ou pronostique ainsi que de nouvelles cibles thérapeutiques pour cette maladie mortelle très rare.

L'arrêt méiotique homogène est une pathologie rare qui empêche la formation des spermatozoïdes ou cause un arrêt ovarien prématuré, à l’origine d’une infertilité pour laquelle il n’existe aucun traitement aujourd’hui. Des résultats récents confirment une hétérogénéité génétique, mais il n’existe aujourd’hui aucune uniformisation de la description du phénotype testiculaire, ni de validation fonctionnelle des variants génétiques identifiés chez la femme et l’homme. L’objectif du projet MEIOBLOC, suite à l’établissement d’une filière nationale, est de permettre de mieux définir les arrêts de la spermatogenèse et de confirmer l’impact fonctionnel des variants identifiés par le développement de modèles murins et cellulaires. Enfin, plusieurs approches de thérapie génique visant à rétablir la spermatogenèse dans des modèles murins d’arrêt méiotique seront envisagées afin d’évaluer la faisabilité et la sécurité de cette approche en vue d’une éventuelle application clinique.